Organización estructural de la Corteza Prefrontal del ratón

A pesar de un extenso estudio, hay mucha confusión en cuanto a lo que constituye el PFC. Esta confusión se debe al hecho de que el PFC muestra una enorme variación entre especies. Esta variación dificulta el uso de criterios anatómicos estándar, como la citoarquitectura y la conectividad, especialmente la presencia o ausencia de una zona granular, para definir los componentes primarios del CFP. Las descripciones citoarquitectónicas del PFC de ratón fueron documentadas por primera vez por Rose (Rose, 1929). Rose dividió la corteza dorsal y rostral a las pinzas mayores del cuerpo calloso en corteza preentral granular y agranular (regio precentralis granularis y agranularis). La pared medial se dividió en dos áreas límbicas: un área infraradiata intermedia ventral anterior y un área infradadialis dorsalis anterior. El aspecto ventrolateral de la corteza frontal por encima de la fisura rinal se identificó como corteza insular agranular. En la rata albina, Krieg (1947) identificó seis regiones dentro de la corteza frontal, discrepando con algunas de las delineaciones de Rose (Krieg, 1947). Argumentó que había diferencias citoarquitectónicas que hacían posible distinguir una región polar premotora y una frontal dentro de la región precentral de Rose. También dividió la corteza dorsal a la fisura rinal en dos regiones. Muchos años más tarde, Caviness (1975) reexaminó el neocórtex del ratón y rechazó parte de la subdivisión de Krieg. Dentro de la región frontal distinguió una franja estrecha de corteza en el borde dorsal de la fisura interhemisférica (campo 8), otra franja estrecha entre la corteza frontal y la corteza motora (campo 4), y dos áreas laterales en la corteza por encima de la fisura rinal que llamó campos 10 y 11 (Caviness, 1975). Tales inconsistencias entre neuroanatomistas en las delineaciones de la región frontal, en ratones y otras especies, llevaron al acuerdo general de que la parcelación de la corteza frontal basada puramente en descripciones citoarquitecturales no era confiable. En primates humanos y no humanos, los estudios de degeneración celular retrógrada revelaron una topografía entre porciones citoarquitectónicamente distintas del núcleo mediodorsal (MD) del tálamo y porciones restringidas de la corteza granular frontal (Akert y Hartmann-von Monakow, 1980). Pronto se hizo evidente que las proyecciones principales de los núcleos talámicos MD para separar regiones del CFP en el ratón y otros roedores eran una forma confiable de identificar las zonas corticales prefrontales (Akert y Hartmann-von Monakow, 1980; Fuster, 2009; Krettek y Price, 1977; Leonard, 1969).

Sobre la base de preparaciones de Nissl solamente, los límites de los núcleos talámicos MD en el ratón no se distinguen fácilmente, debido a su citoarquitectura homogénea, aunque se han realizado algunos intentos (Slotnick y Leonard, 1975; Caviness, Jr.y Frost, 1980). Sin embargo, utilizando métodos de rastreo anterógrado en la rata, Leonard (1969) observó que las regiones centrales y periféricas del núcleo talámico mediodorsal (MD) podrían diferenciarse en función de sus proyecciones axonales a regiones distintas de la CFP. Por lo tanto, en la rata, la parte medial de la CFP se proyecta a la pared medial de la CFP, que incluye la corteza preliminar (PrL), infralímbica (IL) y rostral orbital medial (MO). La subdivisión central del tálamo MD se proyecta a la corteza insular agranular ventral (VIA) dorsal a la fisura rinal. La parte lateral del tálamo MD envía fibras a la corteza cingulada anterior (Cg1-Cg2), así como a las divisiones lateral y ventral de la corteza orbital (Groenewegen, 1988; Krettek y Price, 1977; Leonard, 1969). Aunque las proyecciones de MD en el ratón no se han mapeado con tanto detalle como en la rata, la misma organización general parece estar presente (ver Guldin et al., 1981). Es importante destacar que los campos corticales prefrontales del ratón no son suministrados exclusivamente por fibras talámicas del DM, sino que también reciben entrada del grupo anteromedial (AM) de núcleos talámicos (Guldin et al., 1981), como en el caso de la rata (Divac et al., 1978; Matsuda et al., 2001).

Los estudios recientes se han centrado en enfoques inmunocitoquímicos que utilizan varios anticuerpos para identificar proteínas que se expresan de manera diferente en distintas capas corticales del CFP. Por ejemplo, se pueden identificar poblaciones particulares de células piramidales utilizando un anticuerpo monoclonal SMI-32, que reconoce la subunidad H del neurofilamento en su estado no fosforilado. El patrón de expresión del neurofilamento varía entre las capas corticales, lo que hace que el SMI-32 sea un marcador valioso para delinear áreas corticales de la corteza frontal. La expresión SMI-32 se ha utilizado con éxito en primates (Preuss et al., 1997), rats (Van De Werd et al., 2008) y recientemente en nuestro propio laboratorio con ratones.

Figura 30.1 muestra la delineación de la corteza frontal del ratón superpuesta en secciones teñidas para la sustancia Nissl y para SMI-32. Las áreas insulares agranulares AID y AIV muestran tinción débil para SMI-32. El área orbital lateral (LO) se tiñe muy densamente para SMI-32 en las capas II, V y VI en el ratón, como lo hace en la rata

FIGURA 30.1. Delineaciones de la corteza prefrontal superpuestas en secciones coronales del cerebro de ratón de un hemisferio teñidas por Nissl (A y C) o SMI-32 (B y D). (A–B) and (C–D) are located approximately 2.3 mm and 1.94 mm anterior to bregma respectively.

Abbreviations: AcbSh, nucleus accumbens shell; AID, dorsal agranular insular cortex; AIV, ventral agranular insular cortex; Cg1, dorsal cingulate cortex; DI, dysgranular insular cortex; fmi, forceps major of the corpus callosum; Fr3, frontal area 3; IL, infralimbic cortex; LO, lateral orbital cortex; M1, primary motor cortex; M2, secondary motor cortex; MO, medial orbital cortex; Pir, piriform cortex; PrL, prelimbic cortex; S1, primary somatosensory cortex; VO, ventral orbital cortex.

la FIGURA 30.2. Delineaciones de la corteza prefrontal superpuestas en secciones horizontales del cerebro de ratón teñidas para Nissl (C y D) y para acetilcolinesterasa (A y B). Leyenda de la figura 30.1. (A-C) y (B–D) se ubican aproximadamente de 2,36 mm y 2,0 mm ventrales a bregma, respectivamente.

(Van De Werd et al., 2008). El borde entre VO y LO es muy claro en la sección manchada SMI-32; la tinción en la capa III desaparece en VO y las capas profundas están menos densamente teñidas que en LO. De nuevo, el ratón se parece mucho a la rata en este aspecto. En la rata, algunos investigadores dividen el territorio de VO en una región orbital ventrolateral (VLO) a diferencia de la región LO (Van De Werd et al., 2008; Reep et al., 1984). Esta distinción no es obvia en las secciones manchadas de Nissl o SMI – 32 del cerebro de ratón. En las secciones teñidas de Nissl, una capa oscura agrupada II se distingue bien de la capa III en la parte lateral de VO y se vuelve menos distintiva medialmente. Sin embargo, la transición es gradual y no hay un límite obvio entre VLO y LO. En la rata, tampoco hay un límite claro en las secciones teñidas para una variedad de marcadores neuroquímicos (Paxinos et al., 1996).

En la pared medial, el área orbital medial (MO) es similar al VO en que está pobremente teñida para SMI-32, pero al igual que en la rata (Uylings y van Eden, 1990), las células teñidas de Nissl de la capa II de MO tienen un borde claro con la capa III, mientras que en VO las dos capas se entremezclan. El área preliminar (PrL) se encuentra dorsal a MO rostralmente, y dorsal a infralímbica (IL) caudalmente. La capa II de PrL es más estrecha y distinta que en MO, y se tiñe de oscuro con Nissl. Al igual que en las ratas, las células de la capa III de PrL en el ratón están bien separadas y la apariencia más clara de la capa III marca el límite entre MO y PrL. La porción más rostral de la corteza cingulada (Cg1) es dorsal a PrL. Sus capas profundas muestran más manchas SMI-32 que PrL. En las secciones teñidas con Nissl, está marcada por el estrechamiento de la capa II a casi una sola línea de células teñidas de color oscuro.La tinción de acetilcolinesterasa (AChE) se ha utilizado para diferenciar las regiones corticales frontales. El área PrL del cerebro del ratón es muy obvia en las secciones manchadas de dolor donde se destaca de la neuropila circundante. La mayoría de las manchas de la región PrL son más oscuras que las áreas circundantes, particularmente en la capa III. Además, hay una clara ausencia de manchas de dolor en la capa II que continúa dorsalmente en la corteza cingulada. En Cg1, la capa VI se tiñe moderadamente oscura con dolor, pero las gradaciones entre las capas no están bien definidas. Con tinción de Nissl, la capa II de Cg1 es más estrecha que en PrL. Además, las células en la capa III de Cg1 son más pequeñas que en PrL. Caudal a la PrL, MO se encoge ventralmente y IL emerge sobre ella. MO y LO no se distinguen en dolor, ya que ambos son muy débiles para el dolor. El VO es más oscuro, particularmente en las capas profundas. La corteza insular agranular se caracteriza por una tinción moderadamente densa para el dolor en la capa III y más profunda. Las capas 1 y 2 solo están ligeramente manchadas.Los marcadores de expresión génica en la corteza frontal del ratón recién nacido también revelan patrones que se correlacionan con la subdivisión de la corteza frontal basada en citoarquitectura y marcadores neuroquímicos en ratones adultos. Aunque los marcadores específicos de regiones particulares no se han observado directamente, diferentes combinaciones de marcadores pueden definir con éxito subdivisiones de la corteza frontal. Por ejemplo, el gen de la neurogenina 2 (Ngn2) se expresa fuertemente en la región MO, pero permanece virtualmente sin expresarse en el área IL, PrL y Cg1, y a lo largo de la base de la corteza orbital hasta el borde lateral de LO. Por el contrario, el marcador del receptor retinoide Z (Rzrß) se expresa lateralmente desde el borde MO/VO alrededor de la corteza hasta que se desvanece en el área motora 1 (M1). Sin embargo, Rzrß no se expresa en la región que corresponde a DLO, mostrando la selectividad de estos marcadores como guías para la delineación (Cholfin et al., 2007). Cholfin y sus colegas utilizaron un total de 8 marcadores para mostrar que el factor de crecimiento de fibroblastos, Fgf17, desempeña un papel en la regulación del desarrollo de la corteza frontal. Por lo tanto, en ratones Fgf17-nulos, el PrL, Cg, y M1 y M2, se reducen significativamente en tamaño, mientras que las regiones parietales se expanden rostralmente. Por el contrario, las regiones VO se desarrollan normalmente(Cholfin et al., 2007). Este elegante estudio muestra cómo la información biológica molecular del ratón se puede utilizar para iluminar nuestra comprensión del desarrollo del cerebro del ratón.