strukturalna Organizacja kory przedczołowej myszy

pomimo szeroko zakrojonych badań, istnieje wiele niejasności co do tego, co stanowi PFC. zamieszanie to wynika z faktu, że PFC wykazuje ogromne różnice w różnych gatunkach. Ta zmienność utrudnia stosowanie standardowych kryteriów anatomicznych, takich jak cytoarchitektura i łączność, zwłaszcza obecność lub Brak strefy ziarnistej, do określenia podstawowych składników PFC. Cytoarchitektoniczne opisy myszy zostały po raz pierwszy udokumentowane przez Rose (Rose, 1929). Rose podzielił korę grzbietową i rostralną na kleszcze główne ciała modzelowatego na ziarnistą i agranularną korę przedśrodkową (regio precentralis granularis i agranularis). Ściana przyśrodkowa została podzielona na dwa obszary limbiczne: obszar infraradiata intermedia ventralis anterior i obszar infradadialis dorsalis anterior. Brzuszno-boczny aspekt kory czołowej powyżej szczeliny rhinal zidentyfikowano jako agranular insular cortex. U szczura albinosa Krieg (1947) zidentyfikował sześć obszarów w korze czołowej, biorąc pod uwagę niektóre z zarysów Rose ’ a (Krieg, 1947). Twierdził, że istnieją różnice cytoarchitektoniczne, które umożliwiły rozróżnienie przedmotorowego i czołowego obszaru polarnego w obrębie Regio precentralis Rose. Podzielił również korę grzbietową na szczelinę rhinal na dwa regiony. Wiele lat później Caviness (1975) ponownie zbadał mysią korę nową i odrzucił część podziału Kriega. Ubytki obejmowały większość kory czołowej w jednym obszarze, który nazwał polem 6, ze względu na to, że rozmieszczenie komórek i włókien było dość jednorodne w całym myszom PFC. w obrębie obszaru czołowego wyróżnił wąski pasek kory na grzbietowej krawędzi szczeliny międzyczołowej (pole 8), inny wąski pasek między korą czołową a korą motoryczną (pole 4) oraz dwa boczne obszary kory nad szczeliną rhinal, które nazwał polami 10 i 11 (Caviness, 1975). Takie niespójności między neuroanatomistami w zakresie wytyczania obszaru czołowego, u myszy i innych gatunków, doprowadziły do ogólnego porozumienia, że parcelacja kory czołowej oparta wyłącznie na opisach cytoarchitekturalnych była niewiarygodna. U ludzi i innych naczelnych badania degeneracji komórek wstecznych wykazały topografię między cytoarchitektonicznie odrębnymi częściami jądra śródpiersia naczelnych (MD) wzgórza a ograniczonymi częściami przedniej kory ziarnistej (Akert i Hartmann-von Monakow, 1980). Wkrótce okazało się, że główne projekcje jąder talowych MD do oddzielenia regionów PFC u myszy i innych gryzoni były wiarygodnym sposobem identyfikacji stref korowych przedczołowych (Akert i Hartmann-von Monakow, 1980; Fuster, 2009; Krettek i Price, 1977; Leonard, 1969).

na podstawie samych preparatów Nissl granice jąder talowych MD u myszy nie są łatwe do odróżnienia, ze względu na ich jednorodną cytoarchitekturę – chociaż podjęto pewne próby (Slotnick and Leonard, 1975; Caviness, Jr.and Frost, 1980). Jednak stosując metody śledzenia przedtrzonowego u szczura, Leonard (1969) zaobserwował, że centralne i obwodowe regiony mediodorsal thalamic nucleus (MD) mogą być wyodrębnione na podstawie ich projekcji aksonalnych do różnych regionów PFC. Tak więc u szczura przyśrodkowa część MD projektuje do przyśrodkowej ściany PFC, która obejmuje prelibic (PrL), infralimbic (IL) i rostral medial orbital (MO) kory. Centralny podział wzgórza MD projekty do brzusznej agranular insular (AIV)kory grzbietowej do szczeliny rhinal. Boczna część wzgórza MD wysyła włókna do przedniej kory cingulate (Cg1-Cg2), a także boczne i brzuszne podziały kory oczodołowej (Groenewegen, 1988; Krettek and Price, 1977; Leonard, 1969). Chociaż projekcje MD u myszy nie zostały zmapowane w taki sposób, jak u szczura, ta sama ogólna organizacja wydaje się być obecna(patrz Guldin et al., 1981). Co ważne, przedczołowe pola korowe myszy nie są dostarczane wyłącznie przez włókna talowe z MD, ale otrzymują również dane z przedczołowej (AM) grupy jąder talowych (Guldin et al., 1981), jak w przypadku szczura (Divac et al., 1978; Matsuda et al., 2001).

ostatnie badania skupiły się na podejściach immunocytochemicznych wykorzystujących różne przeciwciała do identyfikacji białek, które są różnie wyrażone w różnych warstwach korowych PFC. Na przykład, poszczególne populacje komórek piramidalnych mogą być identyfikowane przy użyciu przeciwciała monoklonalnego smi-32, które rozpoznaje podjednostkę H neurofilamentu w stanie niefosforylowanym. Wzorzec ekspresji nerwiaka różni się między warstwami korowymi, co sprawia,że smi-32 jest cennym markerem do wyznaczania obszarów korowych kory czołowej. Ekspresja smi-32 była z powodzeniem stosowana u naczelnych (Preuss et al., 1997), szczury (Van de Werd et al., 2008), a ostatnio we własnym laboratorium z myszami.

rysunek 30.1 przedstawia zarysowanie kory czołowej myszy nałożonej na sekcje barwione dla substancji Nissl i dla SMI-32. Agranularne obszary wyspiarskie AID i AIV wykazują słabe zabarwienie dla SMI-32. Boczny obszar orbitalny (LO) bardzo gęsto plami dla SMI-32 w warstwach II, V i VI u myszy, podobnie jak u szczura

rysunek 30.1. Zarys kory przedczołowej nałożony na części koronowe jednej półkuli mózgu myszy barwione na Nissl (A I C) lub SMI-32 (B i D). (A–B) and (C–D) are located approximately 2.3 mm and 1.94 mm anterior to bregma respectively.

Abbreviations: AcbSh, nucleus accumbens shell; AID, dorsal agranular insular cortex; AIV, ventral agranular insular cortex; Cg1, dorsal cingulate cortex; DI, dysgranular insular cortex; fmi, forceps major of the corpus callosum; Fr3, frontal area 3; IL, infralimbic cortex; LO, lateral orbital cortex; M1, primary motor cortex; M2, secondary motor cortex; MO, medial orbital cortex; Pir, piriform cortex; PrL, prelimbic cortex; S1, primary somatosensory cortex; VO, ventral orbital cortex.

rysunek 30.2. Wyznaczenie kory przedczołowej nałożonej na poziome odcinki mózgu myszy barwione na Nissl (C i D) oraz na acetylocholinoesterazę (a i B). Legenda jak na rysunku 30.1. (A-C) i (B–D) znajdują się odpowiednio w odległości ok.

(Van de Werd et al., 2008). Granica między VO I LO jest bardzo wyraźna w odcinku smi-32; barwienie w warstwie III zanika w VO, a warstwy Głębokie są mniej gęsto zabarwione niż w LO. Ponownie mysz bardzo przypomina pod tym względem szczura. U szczura niektórzy badacze dzielą terytorium VO na ventrolateral orbital region (VLO)w odróżnieniu od regionu LO (Van de Werd et al., 2008; Reep et al., 1984). Rozróżnienie to nie jest oczywiste w częściach mózgu myszy zabarwionych Nissl lub smi – 32. W bocznych częściach VO wyraźnie odróżnia się ciemna klastrowa warstwa II od warstwy III i staje się mniej wyraźna przyśrodkowo. Przejście jest jednak stopniowe i nie ma oczywistej granicy między VLO I LO. U szczurów nie ma również wyraźnej granicy w sekcjach zabarwionych na różne markery neurochemiczne (Paxinos et al., 1996).

na ścianie przyśrodkowej przyśrodkowy obszar orbitalny (MO) jest podobny do VO, ponieważ jest słabo zabarwiony dla SMI-32, ale podobnie jak u szczura (Uylings i van Eden, 1990), komórki Nissl z warstwy MO ii mają wyraźną granicę z warstwą III, podczas gdy w VO dwie warstwy się przenikają. Obszar prelimbic (PrL) leży grzbietowo do MO rostralnie, a grzbietowo do infralimbic (IL) ogonowo. Warstwa II PrL jest węższa i wyraźniejsza niż w MO, a plamy ciemne z Nissl. Podobnie jak u szczurów, komórki warstwy III w PrL u myszy są dobrze rozmieszczone, a jaśniejszy wygląd warstwy III wyznacza granicę między MO i PrL. Najbardziej rostralna część kory cingulate (Cg1) jest grzbietowa do PrL. Jego głębokie warstwy wykazują więcej barwienia SMI – 32 niż PrL. W sekcjach zabarwionych Nissl jest zaznaczona warstwą II zwężającą się do niemal pojedynczej linii ciemno zabarwionych komórek.

wybarwienie acetylocholinoesterazy (AChE) zastosowano do różnicowania przednich regionów korowych. Obszar PrL mózgu myszy jest bardzo widoczny w miejscach, gdzie wyróżnia się od otaczającego go neuropilu. Większość plam regionu PrL ciemniejszych od otaczających obszarów, szczególnie w warstwie III. ponadto w warstwie II występuje wyraźny brak plam bólowych, które ciągną się grzbietowo do kory cingulate. W Cg1 warstwa VI zabarwia się umiarkowanie ciemno z bólem, ale gradacje między warstwami nie są dobrze określone. Z plamą Nissl warstwa II Cg1 jest węższa niż w PrL. Ponadto komórki w warstwie III Cg1 są mniejsze niż w PrL. Caudal do PrL, MO kurczy się brzusznie i Il wyłania się nad nim. MO I LO nie wyróżniają się w bólu, ponieważ oba plamy są bardzo słabe dla bólu. VO jest ciemniejsze, szczególnie w warstwach głębokich. Agranular insular cortex charakteryzuje się umiarkowanie gęstym zabarwieniem na ból w warstwie III i głębiej. Warstwy 1 i 2 są tylko lekko poplamione.

markery ekspresji genów w korze czołowej nowonarodzonej myszy ujawniają również wzorce, które korelują z podziałem kory czołowej w oparciu o cytoarchitekturę i markery neurochemiczne u dorosłych myszy. Chociaż markery specyficzne dla poszczególnych regionów nie były obserwowane bezpośrednio, różne kombinacje markerów mogą skutecznie definiować podział kory czołowej. Na przykład gen neurogeniny 2 (ngn2) jest silnie wyrażony w regionie MO, ale pozostaje praktycznie niewyrażony w obszarze IL, PrL i CG1 oraz wzdłuż podstawy kory orbitalnej do bocznej granicy LO. Natomiast marker receptora retinoidowego z (Rzrß) ulega ekspresji bocznej od granicy MO/VO przez całą drogę wokół kory mózgowej aż do zaniku w obszarze motorycznym 1 (M1). Jednak Rzrß nie wyraża się w regionie, który odpowiada DLO, pokazując selektywność tych markerów jako przewodników do wytyczania (Cholfin et al., 2007). Cholfin i współpracownicy użyli łącznie 8 markerów, aby pokazać, że czynnik wzrostu fibroblastów, Fgf17, odgrywa rolę w regulacji rozwoju kory czołowej. Tak więc u myszy Fgf17-null PrL, Cg oraz M1 i M2 są znacznie zmniejszone, podczas gdy regiony ciemieniowe rozszerzają się rostralnie. Natomiast regiony VO rozwijają się normalnie (Cholfin et al., 2007). To eleganckie badanie pokazuje, w jaki sposób molekularna informacja biologiczna myszy może być wykorzystana do oświetlenia naszego zrozumienia rozwoju mózgu myszy.