Organizzazione strutturale della corteccia prefrontale del topo

Nonostante gli studi approfonditi, c’è molta confusione su ciò che costituisce il PFC. Questa confusione è dovuta al fatto che il PFC mostra enormi variazioni tra le specie. Questa variazione rende difficile l’uso di criteri anatomici standard come la citoarchitettura e la connettività, in particolare la presenza o l’assenza di una zona granulare, per definire i componenti primari del PFC. Le descrizioni citoarchitettoniche del mouse PFC furono documentate per la prima volta da Rose (Rose, 1929). Rose divise la corteccia dorsale e rostrale al forcipe maggiore del corpo calloso in corteccia precentrale granulare e agranulare (regio precentralis granularis e agranularis). La parete mediale era divisa in due aree limbiche: un’area infraradiata intermedia ventralis anteriore e un’area infradadialis dorsalis anteriore. L’aspetto ventrolaterale della corteccia frontale sopra la fessura rinale è stato identificato come corteccia insulare agranulare. Nel ratto albino, Krieg (1947) identificò sei regioni all’interno della corteccia frontale, prendendo in considerazione alcune delle delineazioni di Rose (Krieg, 1947). Sosteneva che esistevano differenze citoarchitettoniche che permettevano di distinguere una regione premotoria e una regione polare frontale all’interno del regio precentralis di Rose. Ha anche diviso la corteccia dorsale alla fessura rinale in due regioni. Molti anni dopo, Caviness (1975) riesaminò la neocorteccia del topo e respinse alcune suddivisioni di Krieg. Caviness comprendeva la maggior parte della corteccia frontale in un’unica regione che ha chiamato campo 6 il fatto che la distribuzione di cellule e fibre, è stata abbastanza omogenea in tutto il mouse PFC. All’interno della regione frontale si è distinto in una stretta striscia di corteccia sul margine dorsale della fessura interemisferica (campo 8), un’altra stretta striscia tra la corteccia frontale e la corteccia motoria (campo 4), e due aree laterali nella corteccia sopra il rhinal fessura che ha chiamato i campi 10 e 11 (Caviness, 1975). Tali incongruenze tra i neuroanatomisti sulle delineazioni della regione frontale, nei topi e in altre specie, hanno portato all’accordo generale sul fatto che la parcellizzazione della corteccia frontale basata esclusivamente su descrizioni citoarchitetturali era inaffidabile. Negli esseri umani e nei primati non umani, studi di degenerazione cellulare retrograda hanno rivelato una topografia tra porzioni distinte citoarchitettonicamente del nucleo mediodorsale (MD) del talamo e porzioni limitate della corteccia granulare frontale (Akert e Hartmann-von Monakow, 1980). Divenne presto evidente che le principali proiezioni dei nuclei talamici MD per separare le regioni del PFC nel topo e in altri roditori erano un modo affidabile per identificare le zone corticali prefrontali (Akert e Hartmann-von Monakow, 1980; Fuster, 2009; Krettek e Price, 1977; Leonard, 1969).

Sulla base dei soli preparati Nissl, i confini dei nuclei talamici MD nel topo non sono facilmente distinguibili, a causa della loro citoarchitettura omogenea – sebbene siano stati fatti alcuni tentativi (Slotnick e Leonard, 1975; Caviness, Jr.e Frost, 1980). Tuttavia, l’utilizzo di anterograda metodi di tracciamento nel ratto, Leonard (1969) hanno osservato che la centrale e le regioni periferiche della mediodorsal talamo nucleo (MD), potrebbero essere distinti sulla base della loro proiezioni assonali di regioni distinte del PFC. Così, nel ratto, la parte mediale del MD progetti per la parete mediale del PFC, che comprende il prelimbic (PrL), infralimbic (IL), e rostrale mediale orbitale (MO) corteccia. La suddivisione centrale del talamo MD proietta alla corteccia ventrale agranulare insulare (AIV) dorsale alla fessura rinale. La parte laterale del talamo MD invia fibre alla corteccia cingolata anteriore (Cg1–Cg2) così come le divisioni laterali e ventrali della corteccia orbitale (Groenewegen, 1988; Krettek e Price, 1977; Leonard, 1969). Sebbene le proiezioni MD nel topo non siano state mappate in modo così dettagliato come nel ratto, la stessa organizzazione generale sembra essere presente (vedi Guldin et al., 1981). È importante sottolineare che i campi corticali prefrontali del topo non sono forniti esclusivamente da fibre talamiche dal MD, ma ricevono anche input dal gruppo anteromediale (AM) di nuclei talamici (Guldin et al., 1981) come nel caso del ratto (Divac et al., 1978; Matsuda et al., 2001).

Studi recenti si sono concentrati su approcci immunocitochimici utilizzando vari anticorpi per identificare proteine che sono espresse in modo differenziato in strati corticali distinti della PFC. Ad esempio, particolari popolazioni di cellule piramidali possono essere identificate utilizzando un anticorpo monoclonale SMI-32, che riconosce la subunità del neurofilamento H nel suo stato non fosforilato. Il modello di espressione del neurofilamento varia tra gli strati corticali, il che rende SMI-32 un marcatore prezioso per delineare le aree corticali della corteccia frontale. L’espressione SMI-32 è stata utilizzata con successo nei primati (Preuss et al., 1997), ratti (Van De Werd et al., 2008) e recentemente nel nostro laboratorio con topi.

Figura 30.1 mostra la delineazione della corteccia frontale del mouse sovrapposta a sezioni macchiate per la sostanza Nissl e per SMI-32. Le aree insulari agranulari AID e AIV mostrano una colorazione debole per SMI-32. L’area orbitale laterale (LO) macchia molto densamente per SMI-32 negli strati II, V e VI nel mouse, come fa nel ratto

FIGURA 30.1. Delineazioni della corteccia prefrontale sovrapposte a sezioni coronali di un cervello di topo dell’emisfero macchiato per Nissl (A e C) o SMI-32 (B e D). (A–B) and (C–D) are located approximately 2.3 mm and 1.94 mm anterior to bregma respectively.

Abbreviations: AcbSh, nucleus accumbens shell; AID, dorsal agranular insular cortex; AIV, ventral agranular insular cortex; Cg1, dorsal cingulate cortex; DI, dysgranular insular cortex; fmi, forceps major of the corpus callosum; Fr3, frontal area 3; IL, infralimbic cortex; LO, lateral orbital cortex; M1, primary motor cortex; M2, secondary motor cortex; MO, medial orbital cortex; Pir, piriform cortex; PrL, prelimbic cortex; S1, primary somatosensory cortex; VO, ventral orbital cortex.

FIGURA 30.2. Delineazioni della corteccia prefrontale sovrapposte a sezioni orizzontali del cervello del topo macchiate per Nissl (C e D) e per acetilcolinesterasi (A e B). Legenda come per la Figura 30.1. (A-C) e (B–D) si trovano rispettivamente a circa 2,36 mm e 2,0 mm ventrale a bregma.

(Van De Werd et al., 2008). Il confine tra VO e LO è molto chiaro nella sezione macchiata SMI-32; la colorazione nello strato III scompare in VO e gli strati profondi sono meno densamente macchiati che in LO. Ancora una volta il topo assomiglia molto al ratto a questo proposito. Nel ratto, alcuni ricercatori dividono il territorio di VO in una regione orbitale ventrolaterale (VLO) distinta dalla regione LO (Van De Werd et al., 2008; Reep et al., 1984). Questa distinzione non è ovvia nelle sezioni macchiate Nissl o SMI – 32 del cervello del topo. Nelle sezioni macchiate con Nissl, uno strato II in cluster scuro è ben distinto dallo strato III nella parte laterale di VO e diventa meno distinto medialmente. Tuttavia, la transizione è graduale e non esiste un confine ovvio tra VLO e LO. Nel ratto, non c’è nemmeno un confine chiaro nelle sezioni macchiate per una varietà di marcatori neurochimici (Paxinos et al., 1996).

Sulla parete mediale, l’area orbitale mediale (MO) è simile a VO in quanto è scarsamente colorata per SMI-32, ma come nel ratto (Uylings e van Eden, 1990), le cellule macchiate con Nissl dello strato MO II hanno un bordo chiaro con lo strato III, mentre in VO i due strati si mescolano. L’area primbica (PrL) si trova dorsale a MO rostralmente e dorsale a infralimbico (IL) caudalmente. Lo strato II di PrL è più stretto e distinto rispetto a MO e si macchia di scuro con Nissl. Simile ai ratti, le cellule di livello III in PrL nel topo sono distanziate bene e l’aspetto più leggero dello strato III segna il confine tra MO e PrL. La porzione più rostrale della corteccia cingolata (Cg1) è dorsale a PrL. I suoi strati profondi mostrano più colorazione SMI-32 rispetto a PrL. Nelle sezioni macchiate con Nissl è contrassegnato dallo strato II che si restringe a quasi una singola linea di cellule macchiate di scuro.

La colorazione dell’acetilcolinesterasi (AChE) è stata utilizzata per differenziare le regioni corticali frontali. L’area PrL del cervello del topo è molto evidente nelle sezioni macchiate di dolore dove si distingue dal neuropil circostante. La maggior parte della regione PrL macchia più scura rispetto alle aree circostanti, in particolare nello strato III. Inoltre, vi è una netta assenza di colorazione del dolore nello strato II che continua dorsalmente nella corteccia cingolata. In Cg1, lo strato VI macchia moderatamente scuro con dolore ma le gradazioni tra gli strati non sono ben definite. Con la macchia di Nissl, lo strato II di Cg1 è più stretto che in PrL. Inoltre, le celle nello strato Cg1 III sono più piccole che in PrL. Caudale al PrL, MO si restringe ventralmente e IL emerge su di esso. MO e LO non si distinguono in dolore come entrambi macchia molto debole per il dolore. VO è più scuro, in particolare negli strati profondi. La corteccia insulare agranulare è caratterizzata da una colorazione moderatamente densa per il dolore nello strato III e più profondo. Gli strati 1 e 2 sono solo leggermente macchiati.

I marcatori di espressione genica nella corteccia frontale del topo neonato rivelano anche modelli correlati alla suddivisione della corteccia frontale basata su citoarchitettura e marcatori neurochimici nei topi adulti. Sebbene i marcatori specifici per particolari regioni non siano stati osservati direttamente, diverse combinazioni di marcatori possono definire con successo suddivisioni della corteccia frontale. Ad esempio, il gene della neurogenina 2 (Ngn2) è espresso fortemente nella regione MO ma rimane praticamente inespresso nell’area IL, PrL e Cg1 e lungo la base della corteccia orbitale fino al bordo laterale di LO. Al contrario, il marcatore del recettore retinoide Z (Rzrß) viene espresso lateralmente dal bordo MO/VO tutto intorno alla corteccia fino a quando non svanisce nell’area motoria 1 (M1). Tuttavia, Rzrß non riesce ad esprimere nella regione che corrisponde a DLO mostrando la selettività di questi marcatori come guide alla delineazione (Cholfin et al., 2007). Cholfin e colleghi hanno utilizzato un totale di 8 marcatori per dimostrare che il fattore di crescita dei fibroblasti, Fgf17, svolge un ruolo nella regolazione dello sviluppo della corteccia frontale. Pertanto, nei topi Fgf17-null il PrL, il Cg e M1 e M2 sono significativamente ridotti di dimensioni mentre le regioni parietali si espandono rostralmente. Al contrario, le regioni VO si sviluppano normalmente (Cholfin et al., 2007). Questo elegante studio mostra come le informazioni biologiche molecolari del topo possono essere utilizzate per illuminare la nostra comprensione dello sviluppo del cervello del topo.