Strukturelle Organisation des präfrontalen Kortex der Maus

Trotz umfangreicher Studien gibt es viel Verwirrung darüber, was die PFC ausmacht. Diese Verwirrung ist darauf zurückzuführen, dass die PFC zwischen den Arten enorme Unterschiede aufweist. Diese Variation macht es schwierig, anatomische Standardkriterien wie Zytoarchitektur und Konnektivität, insbesondere das Vorhandensein oder Fehlen einer körnigen Zone, zu verwenden, um die Primärkomponenten des PFC zu definieren. Cytoarchitektonische Beschreibungen der Maus-PFC wurden erstmals von Rose dokumentiert (Rose, 1929). Rose teilte den Cortex dorsal und rostral bis zum Pinzettenmajor des Corpus callosum in granulären und agranulären präzentralen Cortex (regio precentralis granularis und agranularis). Die mediale Wand wurde in zwei limbische Bereiche unterteilt: einen Bereich infraradiata intermedia ventralis anterior und einen Bereich infradadialis dorsalis anterior. Der ventrolaterale Aspekt des frontalen Kortex oberhalb der Rhinalfissur wurde als agranulärer Inselkortex identifiziert. Bei der Albino-Ratte identifizierte Krieg (1947) sechs Regionen innerhalb des frontalen Kortex und stellte einige von Roses Abgrenzungen in Frage (Krieg, 1947). Er argumentierte, dass es zytoarchitektonische Unterschiede gab, die es ermöglichten, eine prämotorische und eine frontale Polarregion innerhalb von Roses Regio precentralis zu unterscheiden. Er teilte auch den Cortex dorsal zur Rhinalfissur in zwei Regionen. Viele Jahre später untersuchte Caviness (1975) den Maus-Neokortex erneut und lehnte einige von Kriegs Unterteilungen ab. Caviness umfasste den größten Teil des frontalen Kortex in einer einzigen Region, die er Feld 6 nannte, da die Verteilung der Zellen und Fasern im gesamten Maus-PFC ziemlich homogen war. Innerhalb des frontalen Bereichs unterschied er einen schmalen Streifen Kortex am dorsalen Rand der interhemisphärischen Fissur (Feld 8), einen weiteren schmalen Streifen zwischen dem frontalen Kortex und dem motorischen Kortex (Feld 4) und zwei laterale Bereiche im Kortex oberhalb der rhinalen Fissur, die er Felder 10 und 11 nannte (Caviness, 1975). Solche Inkonsistenzen zwischen Neuroanatomisten bei der Abgrenzung der Frontalregion bei Mäusen und anderen Arten führten zu der allgemeinen Übereinstimmung, dass die Parzellierung des frontalen Kortex, die ausschließlich auf zytoarchitektonischen Beschreibungen beruhte, unzuverlässig war. Bei Menschen und nicht-menschlichen Primaten zeigten retrograde Zelldegenerationsstudien eine Topographie zwischen zytoarchitektonisch unterschiedlichen Teilen des mediodorsalen (MD) Kerns des Thalamus und eingeschränkten Teilen des frontalen granulären Kortex (Akert und Hartmann-von Monakow, 1980). Es zeigte sich bald, dass die Hauptprojektionen der MD-Thalamuskerne, um Regionen des PFC in der Maus und anderen Nagetieren zu trennen, ein zuverlässiger Weg waren, präfrontale kortikale Zonen zu identifizieren (Akert und Hartmann-von Monakow, 1980; Fuster, 2009; Krettek und Price, 1977; Leonard, 1969).

Allein auf der Basis von Nissl–Präparaten sind die Grenzen der MD-Thalamuskerne in der Maus aufgrund ihrer homogenen Zytoarchitektur nicht leicht zu unterscheiden – obwohl einige Versuche unternommen wurden (Slotnick und Leonard, 1975; Caviness, Jr. und Frost, 1980). Leonard (1969) beobachtete jedoch unter Verwendung anterograder Verfolgungsmethoden bei der Ratte, dass die zentralen und peripheren Regionen des mediodorsalen Thalamuskerns (MD) aufgrund ihrer axonalen Projektionen zu unterschiedlichen Regionen des PFC unterschieden werden konnten. So projiziert bei der Ratte der mediale Teil des MD auf die mediale Wand des PFC, die den prälimbischen (PrL), infralimbischen (IL) und rostralen medialen orbitalen (MO) Kortex umfasst. Die zentrale Unterteilung des MD-Thalamus projiziert in den ventralen agranulären Inselkortex (AIV) dorsal zur Rhinalfissur. Der laterale Teil des MD-Thalamus sendet Fasern zum vorderen cingulären Kortex (Cg1–Cg2) sowie zu den lateralen und ventralen Abteilungen des orbitalen Kortex (Groenewegen, 1988; Krettek und Price, 1977; Leonard, 1969). Obwohl die MD-Projektionen in der Maus nicht so detailliert abgebildet wurden wie in der Ratte, scheint die gleiche allgemeine Organisation vorhanden zu sein (siehe Guldin et al., 1981). Wichtig ist, dass die präfrontalen kortikalen Felder der Maus nicht ausschließlich von Thalamusfasern aus der MD versorgt werden, sondern auch Eingang von der anteromedialen (AM) Gruppe der Thalamuskerne erhalten (Guldin et al., 1981) wie bei der Ratte (Divac et al., 1978; Matsuda et al., 2001).Jüngste Studien haben sich auf immunzytochemische Ansätze konzentriert, bei denen verschiedene Antikörper verwendet werden, um Proteine zu identifizieren, die in verschiedenen kortikalen Schichten des PFC unterschiedlich exprimiert werden. Beispielsweise können bestimmte Populationen von Pyramidenzellen unter Verwendung eines monoklonalen Antikörpers SMI-32 identifiziert werden, der die Neurofilamentuntereinheit H in ihrem nicht phosphorylierten Zustand erkennt. Das Muster der Neurofilamentexpression variiert zwischen den kortikalen Schichten, was SMI-32 zu einem wertvollen Marker für die Abgrenzung kortikaler Bereiche des frontalen Kortex macht. Die SMI-32-Expression wurde erfolgreich bei Primaten eingesetzt (Preuss et al., 1997), Ratten (Van De Werd et al., 2008) und seit kurzem im eigenen Labor mit Mäusen.

Abbildung 30.1 zeigt die Abgrenzung des frontalen Kortex der Maus, überlagert mit Abschnitten, die für Nissl-Substanz und für SMI-32 gefärbt sind. Die agranulären Inselbereiche AID und AIV zeigen eine schwache Färbung für SMI-32. Der laterale Orbitalbereich (LO) färbt sich für SMI-32 in den Schichten II, V und VI in der Maus sehr dicht, wie bei der Ratte

ABBILDUNG 30.1. Abgrenzungen des präfrontalen Kortex überlagert koronalen Abschnitten einer Hemisphäre Maus Gehirn gefärbt für Nissl (A und C) oder SMI-32 (B und D). (A–B) and (C–D) are located approximately 2.3 mm and 1.94 mm anterior to bregma respectively.

Abbreviations: AcbSh, nucleus accumbens shell; AID, dorsal agranular insular cortex; AIV, ventral agranular insular cortex; Cg1, dorsal cingulate cortex; DI, dysgranular insular cortex; fmi, forceps major of the corpus callosum; Fr3, frontal area 3; IL, infralimbic cortex; LO, lateral orbital cortex; M1, primary motor cortex; M2, secondary motor cortex; MO, medial orbital cortex; Pir, piriform cortex; PrL, prelimbic cortex; S1, primary somatosensory cortex; VO, ventral orbital cortex.

ABBILDUNG 30.2. Abgrenzungen des präfrontalen Kortex überlagern horizontale Abschnitte des Mausgehirns, die für Nissl (C und D) und für Acetylcholinesterase (A und B) gefärbt sind. Legende wie in Abbildung 30.1. (A-C) und (B–D) befinden sich etwa 2,36 mm bzw. 2,0 mm ventral zum Bregma.

(Van De Werd et al., 2008). Die Grenze zwischen VO und LO ist im SMI-320-Abschnitt sehr klar; die Färbung in Schicht III verschwindet in VO und die tiefen Schichten sind weniger dicht gefärbt als in LO. Auch hier ähnelt die Maus in dieser Hinsicht der Ratte. Bei der Ratte teilen einige Forscher das Territorium von VO in eine ventrolaterale Orbitalregion (VLO) auf, die sich von der LO-Region unterscheidet (Van De Werd et al., 2008; Reep et al., 1984). Diese Unterscheidung ist in Nissl- oder SMI-32-gefärbten Abschnitten des Mausgehirns nicht offensichtlich. In Nissl-gefärbten Abschnitten ist eine dunkle Clusterschicht II im lateralen Teil von VO gut von Schicht III zu unterscheiden und wird medial weniger ausgeprägt. Der Übergang erfolgt jedoch schrittweise und es gibt keine offensichtliche Grenze zwischen VLO und LO. Bei der Ratte gibt es ebenfalls keine klare Grenze in Abschnitten, die für eine Vielzahl von neurochemischen Markern gefärbt sind (Paxinos et al., 1996).

An der medialen Wand ähnelt der mediale Orbitalbereich (MO) VO insofern, als er für SMI-32 schlecht gefärbt ist, aber wie bei der Ratte (Uylings und van Eden, 1990) haben Nissl-gefärbte Zellen der MO-Schicht II eine klare Grenze zu Schicht III, während sich in VO die beiden Schichten vermischen. Der prelimbische Bereich (PrL) liegt dorsal bis MO rostral und dorsal bis infralimbisch (IL) kaudal. Schicht II von PrL ist schmaler und deutlicher als in MO und färbt sich mit Nissl dunkel. Ähnlich wie bei Ratten sind Schicht-III-Zellen in PrL in der Maus weit voneinander entfernt und das hellere Erscheinungsbild von Schicht III markiert die Grenze zwischen MO und PrL. Der rostralste Teil des cingulären Cortex (Cg1) ist dorsal zu PrL. Seine tiefen Schichten zeigen mehr SMI-32-Färbung als PrL. In Nissl-gefärbten Abschnitten ist es durch Schicht II gekennzeichnet, die sich zu fast einer einzigen Linie dunkel gefärbter Zellen verengt.

Acetylcholinesterase (AChE) -Färbung wurde verwendet, um frontale kortikale Regionen zu differenzieren. Der PrL-Bereich des Mausgehirns ist in schmerzbefleckten Abschnitten sehr offensichtlich, wo er sich vom umgebenden Neuropil abhebt. Der größte Teil der PrL-Region färbt sich dunkler als die umliegenden Bereiche, insbesondere in Schicht III. Darüber hinaus gibt es eine deutliche Abwesenheit von AChE-Färbung in Schicht II, die sich dorsal in den cingulären Kortex fortsetzt. In Cg1 färbt sich Schicht VI mäßig dunkel mit Schmerzen, aber die Abstufungen zwischen den Schichten sind nicht gut definiert. Bei der Nissl-Färbung ist die Schicht II von Cg1 schmaler als bei PrL. Außerdem sind die Zellen in Cg1 Schicht III kleiner als in PrL. Kaudal zum PrL schrumpft MO ventral und IL tritt darüber auf. MO und LO unterscheiden sich nicht in Schmerz, da beide sehr schwach für Schmerz sind. VO ist dunkler, besonders in den tiefen Schichten. Der agranuläre Inselkortex ist durch eine mäßig dichte Färbung für Schmerzen in Schicht III und tiefer gekennzeichnet. Die Schichten 1 und 2 sind nur leicht angefärbt.Marker der Genexpression im frontalen Kortex der neugeborenen Maus zeigen auch Muster, die mit der Unterteilung des frontalen Kortex basierend auf Zytoarchitektur und neurochemischen Markern in erwachsenen Mäusen korrelieren. Obwohl Marker, die für bestimmte Regionen spezifisch sind, nicht direkt beobachtet wurden, können verschiedene Kombinationen von Markern erfolgreich Unterteilungen des frontalen Kortex definieren. Zum Beispiel wird das Neurogenin 2 (Ngn2) -Gen stark in der MO-Region exprimiert, bleibt aber im IL-, PrL- und Cg1-Bereich und entlang der Basis des orbitalen Kortex bis zur lateralen Grenze von LO praktisch nicht exprimiert. Im Gegensatz dazu wird der Retinoid-Z-Rezeptor (Rzrß) -Marker lateral von der MO / VO-Grenze um den Kortex herum exprimiert, bis er im motorischen Bereich 1 (M1) verblasst. Rzrß exprimiert jedoch nicht in der Region, die DLO entspricht, was die Selektivität dieser Marker als Leitfaden für die Abgrenzung zeigt (Cholfin et al., 2007). Cholfin und Kollegen verwendeten insgesamt 8 Marker, um zu zeigen, dass der Fibroblastenwachstumsfaktor Fgf17 eine Rolle bei der Regulierung der Entwicklung des frontalen Kortex spielt. So sind in Fgf17-Null-Mäusen PrL, Cg sowie M1 und M2 signifikant verkleinert, während sich die parietalen Regionen rostral ausdehnen. Im Gegensatz dazu entwickeln sich die VO-Regionen normal (Cholfin et al., 2007). Diese elegante Studie zeigt, wie molekularbiologische Informationen der Maus verwendet werden können, um unser Verständnis der Entwicklung des Mausgehirns zu beleuchten.